Benutzer:Dirk123456/Baustellenbaustelle 001/Baustelle-2/Baustelle-2.12

Dieser Artikel ist im Entstehen und noch nicht Bestandteil der freien Enzyklopädie Wikipedia.

Solltest du über eine Suchmaschine darauf gestoßen sein, bedenke, dass der Text noch unvollständig sein und Fehler oder ungeprüfte Aussagen enthalten kann. Wenn du Fragen zum Thema hast, nimm Kontakt mit dem Autor Dirk123456 auf.

In dieser Version sind im Vergleich zum „Original“ [Inhalt des Textes: 10. Jan. 2019 (CET)] folgende Änderungen vorhanden:

Experimente mit Anmerkungen

• Neuer Abschnitt „Überblick“
• Drei Abschnitte aus „Vorkommen“ nach „Überblick“ verschobenen
• Neuer Abschnitt „Anmerkungen“ als letzte Überschrift unter „Überblick“ mit einer (<references group="Anmerkung" />)-Liste, die
• Zwei neue Anmerkungen der (<ref group="Anmerkung"... </ref>)-Form
  • Anmerkung 1 - ersetzt ein Zitat (<ref name="Shames_etal2007"... </ref>) aus der Einleitung und verweist auf den Abschnitt „DNA-Methylierung (Begriffsanwendung)“, der nun dieses Zitat enthält.
  • Anmerkung 2 - ergänzt drei Zitate zu den drei methylierten Basen mit Text, der vorher in drei Kommentaren stand (Abschnitt „Nukleobasen“).
• Änderungen im Abschnitt „DNA-Methylierung“, der nach „DNA-Methylierung (Begriffsanwendung)“ umbenannt wurde.
  • Zitat (<ref name="Shames_etal2007"... </ref>) aus der Einleitung nach „DNA-Methylierung (Begriffsanwendung)“ verschoben.

Betrachtungen zu Deaminierung.svg unter #Epigenetische Veränderungen an CpG-Dinukleotiden

• Kopiert: nach Baustelle 2.13 (Version 184775563), https://de.wikipedia.org/w/index.php?title=Benutzer:Dirk123456/Baustellenbaustelle_001/Baustelle-2/Baustelle-2.13&oldid=184775563
• Kommentiert: siehe unter Kopierter Bereich

---

Übergeordnet
epigenetische Regulation der Genexpression Methylierung von Makromolekülen DNA-Modifikation
Gene Ontology
QuickGO

Bei der DNA-Methylierung handelt es sich um eine chemische Abänderung an Grundbausteinen der Erbsubstanz einer Zelle. Diese Abänderung (Modifikation) wird durch die Übertragung von Methylgruppen durch Enzyme (DNA-Methyltransferasen) auf Nukleobasen an bestimmten Stellen der DNA bewirkt. Da das Grundgerüst der jeweiligen Nukleobase dabei erhalten bleibt, ist die DNA-Methylierung keine genetische Mutation, sondern eine Modifikation.

DNA-Methylierungen kommen in sehr vielen verschiedenen – möglicherweise in allen – Lebewesen vor und haben verschiedene biologische Funktionen. Die Abfolge der DNA-Methylierung kann sich an dem entsprechenden Muster der Mutterzelle orientieren und ist dann Teil des epigenetischen Codes einer Zelle. DNA-Methylierung ist die wichtigste epigenetische Veränderung.

Überblick

Organismengruppen

Die DNA-Methylierung ist in Organismen aus allen drei Domänen zu finden. Als Domäne wird hier die oberste Kategorie zur Einteilung der Lebewesen nach Carl R. Woese verwendet. DNA-Methylierungen finden sich also in den beiden Domänen von Lebewesen ohne echten Zellkern, den Bakterien und den Archaeen, sowie auch in der Domäne der Lebewesen mit Zellkern, den Eukaryoten.

Die DNA-Methylierung betrifft nicht nur das eigene Erbgut der jeweiligen Zelle, sondern kann auch fremdes Erbgut, z. B. das von Viren betreffen. Darüber hinaus kann sich die DNA-Methylierung von diesen Viren auch auf das Erbgut der Wirtszellen auswirken (z. B. bei Pflanzen, dem Menschen oder Bakterien).

Nukleobasen

Bisher (2016) wurden zwei Nukleobasen gefunden, an denen eine natürliche, enzymatische DNA-Methylierung stattfindet: Adenin und Cytosin. Die veränderten Basen sind N⁶-Methyladenin (), 5-Methylcytosin () und N⁴-Methylcytosin ().

Grundformen
	Adenin, A		Cytosin, C
Veränderte Nukleobasen
	N6-Methyladenin, 6mA		5-Methylcytosin, 5mC	N4-Methylcytosin, 4mC

Alle Methylierungen in einem Prokaryoten.
In manchen prokaryotischen Organismen sind alle drei bisher bekannten DNA-Methylierungs-Typen vertreten (N4-Methylcytosin: m4C, 5-Methylcytosin: m5C und N6-Methyladenin: m6A). Hier sind sechs Beispiele dargestellt, von denen zwei der Domäne Archaea und vier der Domäne Bacteria angehören. Die Angaben stammen aus Blow et al.(2016).
In der linken Spalte stehen die Artnamen der Organismen, rechts daneben stehen Beispiele für methylierte DNA-Motive.
Die vollständigen Namen der Archaeen- bzw. Bakterienstämme lauten nach NCBI-Taxonomie:
„Methanocaldococcus jannaschii DSM 2661“, „Methanocorpusculum labreanum Z“, „Clostridium perfringens ATCC 13127“, „Geopsychrobacter electrodiphilus DSM 16401“, „Rhodopseudomonas palustris CGA009“ und „Salmonella enterica subsp. enterica serovar Paratyphi A str. ATCC 9150“.

Alle drei Varianten lassen sich in beiden Prokaryoten-Domänen, den Bakterien und den Archaeen finden. In Eukaryoten ist häufig 5-Methylcytosin vorhanden, das dann an CpG-Stellen auftritt. Allerdings kommt auch N6-Methyladenin vor und wurde zuerst in einigen einzelligen Eukaryoten gefunden. Das betrifft z. B. die Grünalge Chlamydomonas reinhardii und das Wimperntierchen Tetrahymena pyriformis. Das Vorhandensein von N6-Methyladenin in der DNA der Mitochondrien von Säugetieren und den Chromosomen wurde nahezu ausgeschlossen.

Neuere Untersuchungen zeigen, dass N6-Methyladenin als modifizierte Base der DNA bei Eukaryoten eine größere Rolle spielt, als zuvor angenommen. Beim Fadenwurm Caenorhabditis elegans und bei der Fruchtfliege Drosophila melanogaster ist beispielsweise N6-Methyladenin vorhanden, 5-Methylcytosin jedoch nicht oder kaum.

Luo u. a. (2015) stellen das Vorkommen von N6-Methyladenin und von 5-Methylcytosin bei Eukaryoten gegenüber.

Das folgende Schema zeigt das Vorkommen von N6-Methyladenin (6mA, rot), von 5-Methylcytosin (5mC, blau) oder von beiden Nukleobasen (6mA+5mC, grün) in der DNA vom jeweiligen Modellorganismus und ist an eine Abbildung aus Luo u. a. (2015) angelehnt.

Bacteria	E. coli
Eukaryota	Protozoa    Paramecium     Tetrahymena      Plantae    Chlamydomonas     Arabidopsis      Fungi    Neurospora     Penicillium  Metazoa  C. elegans     Drosophila*     Homo sapiens
Vorlage:Klade/Wartung/Style

6mA / 5mC / 6mA+5mC

* Das Genom von D. melanogaster enthält ein geringes Niveau an 5mC (~0,03 % aller Cytosine)

Die Knoten im Schema repräsentieren die phylogenetischen Verhältnisse (Verwandtschaftsbeziehungen). Die Linienlängen sind hier willkürlich und geben den evolutionären Abstand nicht wieder.

Einordnung als epigenetische Modifikation

Die Eukaryoten haben einen Zellkern mit echten Chromosomen. Sie haben Histone, die zusammen mit DNA das Chromatin bilden. Die DNA-Methylierungen befinden sich in enger Wechselwirkung mit den Histon-Modifikationen und der Chromatin-Struktur (z. B. der Packungsdichte der Chromosomen). Das Zusammenwirken von DNA-Methylierungsmustern, Histon-Modifikationen und Chromatin-Struktur ist zentraler Bestandteil der Epigenetik. Die beiden anderen Domänen, die Bakterien und Archaeen sind Prokaryoten. Das heißt, sie besitzen keinen Zellkern und keine echten Chromosomen. Prokaryoten besitzen ein Zellkernäquivalent, das zwar DNA-Methylierungsmuster, aber keine Histone aufweist.

Die Epigenetik ist ein dynamischer Wissenschaftszweig, der auf teilweise vererbbare Phänomene bei Lebewesen mit Zellkern fokussiert ist (Eukaryoten), die nicht direkt an die DNA-Sequenz gekoppelt sind. Je nachdem, wie streng Epigenetik definiert wird, können die Methylierungen von DNA den epigenetischen Zuständen in Zellen (den Epigenomen) zugeordnet werden.

Ein wesentlicher Fakt, der dazu Anlass gibt, auch die DNA-Methylierungen bei Bakterien als epigenetische Veränderungen aufzufassen, ist die Entdeckung der Vererbung von Methylierungszuständen der DNA. Diese Vererbung wurde zuerst bei einem pathogenen Escherichia coli-Bakterium, das Nierenbeckenentzündungen verursachen kann, gefunden. In Kombination mit vielen weiteren Befunden bei Bakterien, die mit der Epigenetik bei Eukaryoten Übereinstimmungen zeigen, wird von bakterieller Epigenetik gesprochen. Allerdings gibt es wesentliche Unterschiede zwischen Bakterien und Eukaryoten (Zellkern und Histone, siehe oben), weshalb der Begriff der bakteriellen Epigenetik zurückhaltend gebraucht wird. Bei Forde u. a. (2015) wird beispielsweise der Ausdruck Methylom (für die Gesamtheit der DNA-Methylierung eines Genoms) verwendet, ohne das Methylom als Teil eines Epigenoms zu bezeichnen.

Bei Ee et al. (2016) wird ebenfalls der Begriff des Methyloms bevorzugt, wenngleich die Analyse der Basen-Modifikationen als epigenomische Analyse bezeichnet wird.

Bisher war vor allem von Organismen mit Zellkern (Domäne Eukaryota) die Rede und den „echten“ Bakterien (Domäne Bacteria). Die Organismen der dritten Domäne, die Archaeen (Archaea, „altertümliche Bakterien“), werden zunehmend Gegenstand der Forschung, da moderne Sequenzierungs- und Analysemethoden die vergleichende Bestimmung von Methylomen erlauben. Blow u. a. (2016) konnten die Methylome von 230 Prokaryoten (Organismen ohne Zellkern) analysieren, neben 217 Bakterien (Bacteria) auch 13 Archaeen. DNA-Methylierungen wurden in 93 % der sequenzierten Organismen gefunden. Die Autoren untersuchten deren DNA-Methylierungs-Muster unter verschiedenen Aspekten und sprechen in der Zusammenschau ihrer Ergebnisse von einer „epigenomischen Landschaft der Prokaryoten“ – hinsichtlich der unterschiedlichen Bindungsspezifitäten von Methyltransferasen, Restriktionsendonuklease-Methyltransferase-Systeme, „verwaisten“ Methyltransferasen [ohne Reastriktionsendonuklease als Partner] und genregulatorische Aktivitäten. Dabei fiel auf, dass DNA-Methylierung ohne zugeordnete Restriktions-Systeme bei Prokaryoten weit verbreitet ist. Die Methylierungsmuster sind zudem evolutionär konserviert, was darauf hindeutet, dass die Methylierung bei der Genom-Regulation eine Rolle spielt.

Vorkommen

DNA-Methylierung bei Bakterien

N⁶-Methyl-Adenin

Besonders bei Bakterien hat die Adenin-Methylierung eine wichtige Rolle bei der Fehlerkorrektur der frisch replizierten DNA. Innerhalb von GATC-Tetrameren wird das Adenin an der 6-Aminogruppe methyliert (vgl. Bild rechts). Manchmal paart ein Thymin anstelle eines Cytosins mit einem Guanin und wird bei der DNA-Verdopplung irrtümlich eingebaut. Diese und andere Fehlpaarungen können von einem Komplex gefunden werden, der den DNA-Strang absucht und eine Fehlerkorrektur einleitet (proof-reading). Hierbei wird der fehlerhafte Abschnitt im replizierten DNA-Strang herausgeschnitten, der noch keine methylierten Adenine aufweist. Das ausgeschnittene Stück wird alsdann durch ein neu synthetisiertes ersetzt. Ist das proof-reading abgeschlossen, werden die Adenine im neuen Strang methyliert.

Bei Prokaryoten sind DNA-Methylierungen ohne zugeordnete Restriktions-Systeme weit verbreitet. Die Methylierungsmuster sind zudem konserviert, d. h. evolutionär kaum verändert. Das deutet darauf hin, dass die Methylierungen bei der Genom-Regulation eine Rolle spielen.

In einer Überblicksarbeit von Casadesús und Low (2013) wurden Beispiele für Zelldifferenzierung bei Bakterien aufgezählt, die zu verschiedenen Linien führen:

• Sporenbildung durch Bacillus subtilis,
• Differenzierung von Rhizobium in stickstofffixierende Bakteroide,
• asymmetrische Zellteilung in Caulobacter,
• Bildung von Fruchtkörpern durch Myxococcus,
• Heterozystenbildung in Cyanobakterien und
• Bildung von Biofilmen bei vielen Bakterienarten.

Bei all diesen Phänomenen werden Bakterienzellen mit unterschiedlichen morphologischen und physiologischen Eigenschaften gebildet, während die Genom-DNA-Sequenz intakt bleibt. Casadesús und Low stellten fest, dass lange nach der ersten Anwendung des Begriffs „Epigenese“ durch Conrad Waddington keine allgemein akzeptierte Definition der Epigenetik vereinbart wurde und favorisierten eine vorläufige Definition, die die Epigenetik als Untersuchung der Zelllinienbildung durch nicht-mutationale Mechanismen anspricht.

Im Bereich bakterieller Epigenetik stellen die Phasenvariationen, die zur Ausbildung von Pili beitragen, Beispiele dar, bei denen die zentrale Beteiligung der DNA-Methylierung gut untersucht ist. Wenn eine Methylierungssequenz auf der DNA die Bindungsstelle für ein Protein überlappt, wird die Methylierung dieser Sequenz blockiert, und es kommt zu alternativen Methylierungsmustern. Zum Beispiel sind die meisten GATC-Stellen im E. coli-Chromosom vollständig methyliert, außer für eine kurze Zeit nach der DNA-Replikation, in der sie hemimethyliert sind. Einige Stellen sind jedoch aufgrund der Bindung von Proteinen an Stellen, die sich mit einer GATC-Stelle überlappen oder benachbart sind, stabil unmethyliert und konkurrieren mit Dam um Bindung und Blockierung der Methylierung.

DNA-Methylierung bei Archaeen

Über die DNA-Methylierung bei Archaeen ist weniger bekannt als bei den Bakterien und Eukaryoten. Die technologischen Fortschritte der Gegenwart (2016) machen diese Gruppe zunehmend der umfassenderen Erforschung zugänglich. Nach den bisherigen Ergebnissen dürfte die Methylierung im Prinzip ähnlich umgesetzt werden und ähnliche Aufgaben haben wie bei den Bakterien.

DNA-Methylierung bei Eukaryoten

Bei den Organismen mit echtem Zellkern, den Eukaryoten, ist die Methylierung der zwei Nukleobasen Adenin und Cytosin zu N⁶-Methyladenin bzw. zu 5-Methylcytosin bekannt.

Hier lassen sich Eukaryoten danach unterscheiden, ob bei ihnen

• die Methylierung von Adenin zu N6-Methyladenin eine Rolle spielt (z. B. der Pinselschimmel Penicillum, der Fadenwurm Caenorhabditis elegans und die Fruchtfliege Drosophila),
• die Methylierung von Cytosin zu 5-Methylcytosin im Vordergrund steht (z. B. die Pflanze Arabidopsis, der Schimmelpilz Neurospora und der Mensch),
• oder sowohl Adenin als auch Cytosin für die DNA-Methylierung genutzt werden (z. B. bei der Grünalge Chlamydomonas).

Wenn Cytosin für die Methylierung der DNA genutzt wird, so handelt es sich in vielen Fällen um die Umwandlung von Cytosin zu 5-Methylcytosin innerhalb von CG-Sequenz-Motiven. Die CG-Methylierung spielt bei der Promotor-Inaktivierung, der Chromatin-Kondensierung, dem genomischen Imprinting und der X-Chromosom-Inaktivierung eine wichtige Rolle (z. B. bei der Acker-Schmalwand).

Bei Wirbeltieren sind zumeist CpG-Dinukleotide jene CG-Sequenz-Motive, die der DNA-Methylierung unterliegen. Das trifft etwa für den Menschen und andere Säugetiere zu. CpG-Inseln sind Regionen im Genom, an denen die CpG-Dinukleotide mit besonderer Häufung vorkommen.

Die Verteilung der CpG-Dinukleotide innerhalb des menschlichen Genoms und die gezielte, selektive Methylierung der Cytosine sind von zentraler Bedeutung für das Verständnis der Epigenetik beim Menschen und die Entstehung von Krankheiten.

Bei Pflanzen

Deutliche Fortschritte wurden beim Verständnis der DNA-Methylierung in der Modellpflanze Arabidopsis thaliana erzielt. Die DNA-Methylierung in Pflanzen unterscheidet sich von der von Säugetieren: Während DNA-Methylierung in Säugetieren hauptsächlich am Cytosinnukleotid in einer CpG-Stelle auftritt, kann das Cytosin in Pflanzen an CpG-, CpHpG- und CpHpH-Stellen methyliert werden, wobei H ein beliebiges Nukleotid, aber kein Guanin darstellt. Insgesamt ist die Arabidopsis-DNA hoch methyliert. Durch Massenspektrometrie-Analysen wurde der Anteil modifizierender Cytosine auf 14 % geschätzt.

Die wichtigsten Arabidopsis-DNA-Methyltransferase-Enzyme, die Methylgruppen auf DNA übertragen und kovalent daran binden, sind DRM2, MET1 und CMT3. Sowohl die DRM2- als auch die MET1-Proteine teilen eine signifikante Homologie zu den Säugetier-Methyltransferasen DNMT3 bzw. DNMT1, wohingegen das CMT3-Protein einzigartig für das Pflanzenreich ist.

Es gibt derzeit zwei Klassen von DNA-Methyltransferasen: 1) die De-Novo-Klasse-Enzyme, bzw. Enzyme, die neue Methylierungs-Markierungen auf der DNA erzeugen und 2) eine „Wartungsklasse“ von Enzymen, die die Methylierungs-Markierungen auf dem Elternstrang der DNA erkennen und nach der DNA-Replikation eine neue Methylierung an die Tochterstränge übertragen. DRM2 ist das einzige Enzym, das bisher als De-novo-DNA-Methyltransferase betrachtet wird. Es wurde auch gezeigt, dass DRM2 zusammen mit MET1 und CMT3 an der Aufrechterhaltung von Methylierungs-Markierungen durch die DNA-Replikation beteiligt ist. Es werden weitere DNA-Methyltransferasen in Pflanzen exprimiert, die aber keine bekannte Funktion aufweisen (siehe Chromatin-Datenbank).

Es ist nicht klar, wie die Zelle die Orte der de novo DNA-Methylierung bestimmt, aber es gibt Hinweise darauf, dass an vielen (wenn auch nicht allen) Stellen RNA-dirigierte DNA-Methylierung (RdDM) beteiligt ist. In RdDM werden spezifische RNA-Transkripte aus einer genomischen DNA-Matrize hergestellt, und diese RNA bildet sekundäre Strukturen, die doppelsträngige RNA-Moleküle genannt werden. Die doppelsträngigen RNAs leiten die De-novo-DNA-Methylierungen der ursprünglichen genomischen Region, die eben diese RNA produziert hat; und zwar entweder über die kleinen interferierenden RNAs (siRNAs) oder über microRNAs (miRNAs). Es wird angenommen, dass diese Art von Mechanismus bei der zellulären Abwehr gegen RNA-Viren und / oder RNA-Transposons wichtig ist, die beide häufig eine doppelsträngige RNA bilden, die für das Wirtsgenom mutagen sein kann. Es wird angenommen, dass diese RNA-Viren und / oder -Transposons durch einen noch wenig verstandenen Mechanismus mithilfe von Methylierung der entsprechenden Orte im Genom abgeschaltet werden und somit nicht länger in der Zelle aktiv sind, wodurch das Genom vor mutagener Wirkung geschützt wäre.

Bei Insekten

Funktionelle DNA-Methylierung wurde in Honigbienen entdeckt. Die DNA-Methylierungs-Markierungen befinden sich hauptsächlich innerhalb von Genen. Die gegenwärtige Meinung besagt, dass die DNA-Methylierung bei der Genregulation und dem alternativen Spleißen wirkt. In der Fruchtfliege Drosophila melanogaster ist das DNA-Methylierungs-Niveau für Cytosin fast nicht nachweisbar. Sensitive Methoden, die auf Drosophila-DNA angewendet wurden, schätzen Anteile im Bereich von 0,1-0,3 % des gesamten Cytosins. Dieser niedrige Methylierungsgrad scheint in genomischen Sequenzmustern zu liegen, die sich von den beim Menschen beobachteten Mustern oder anderen Tier- oder Pflanzenarten stark unterscheiden. Die genomische Methylierung in D. melanogaster wurde an spezifischen kurzen Motiven gefunden (konzentriert in spezifischen 5-Basen-Sequenzmotiven, die CA- und CT-reich sind, aber an Guanin abgereichert sind) und ist unabhängig von der DNMT2-Aktivität. Darüber hinaus haben hochsensitive Massenspektrometrie-Ansätze nun gezeigt, dass in den frühesten Stadien der Drosophila-Embryogenese niedrige (0,07 %), aber signifikante Adenin-Methylierungswerte vorliegen.

Bei Pilzen

Viele Pilze haben niedrige Werte (0,1 bis 0,5 %) an Cytosin-Methylierung, während andere Pilze bis zu 5 % des Genoms methyliert haben. Dieser Wert scheint sowohl zwischen den Arten als auch zwischen Isolaten derselben Spezies zu variieren.

Es gibt auch Hinweise darauf, dass die DNA-Methylierung an der zustandspezifischen Kontrolle der Genexpression in Pilzen beteiligt sein könnte. Allerdings wurde bei einer Nachweisgrenze von 250 Attomolen mittels ultra-hochempfindlicher Massenspektrometrie die DNA-Methylierung in einzelzelligen Hefearten wie Saccharomyces cerevisiae oder Schizosaccharomyces pombe nicht bestätigt, was darauf hinweist, dass Hefen diese DNA-Modifikation nicht besitzen. Obwohl Bierhefe (Saccharomyces), Spalthefe (Schizosaccharomyces) und Aspergillus flavus keine nachweisbare DNA-Methylierung aufweisen, hat das Modell des filamentösen Pilzes Neurospora crassa ein gut charakterisiertes Methylierungssystem.

Einige Gene kontrollieren die Methylierung in Neurospora: Eine Mutation der DNA-Methyltransferase (dim-2) eliminiert die gesamte DNA-Methylierung, beeinträchtigt aber weder das Wachstum noch die sexuelle Fortpflanzung. Obgleich das Neurospora-Genom sehr wenig „repeated DNA“ (= Sequenzwiederholungen). aufweist, tritt die Hälfte der Methylierung in solcher DNA auf, die auch Transposon-Relikte und Zentromer-DNA einschließt. Die Möglichkeit, wichtige Phänomene in einem DNA-Methylase-defizienten genetischen Hintergrund zu evaluieren, macht Neurospora zu einem wichtigen System für die Untersuchung der DNA-Methylierung.

Bei niederen Eukaryoten

Die „niederen zellkernhaltigen Organismen“ sind keine phylogenetische Gruppe, also keine Gruppe, in der einheitliche Verwandtschaftsverhältnisse herrschen. Daher ist auch eine Einheitlichkeit hinsichtlich der DNA-Methylierung wenig zu erwarten. Eine DNA-Methylierung ist in Dictyostelium discoidium beispielsweise nahezu nicht vorhanden, da sie mit nur etwa 0,006 % der Cytosine auftritt. Im Gegensatz dazu ist die DNA-Methylierung in Physarum polycephalum weit verbreitet, wo 5-Methylcytosin bis zu 8 % des gesamten Cytosins ausmacht

Bei Säugetieren

Kopierter Bereich

Der kopierte Bereich befindet sich innerhalb der geschweiften Klammern:

({Diskussion zur Abbildung Folgen der Desaminierung ... }Die wichtigste epigenetische Veränderung ist ...)

Diskussion zur Abbildung Folgen der Desaminierung

Caval et al. (2014) / doi:10.1093/molbev/mst195 / Orthologous Mammalian APOBEC3A Cytidine Deaminases Hypermutate Nuclear DNA.

Der humane APOBEC3-Gencluster-Locus codiert Polynukleotid-Cytidindeaminasen. Obwohl viele als virale Restriktionsfaktoren durch Mutation einzelsträngiger DNA wirken, haben jüngste Berichte gezeigt, dass humanes APOBEC3A in der Lage ist, Kern-DNA effizient zu hypermutieren und DNA-Brüche in genomischer DNA zu induzieren. Darüber hinaus war das Enzym einzigartig in der effizienten Desaminierung von 5-Methylcytidin in einsträngiger DNA. Um die evolutionäre Relevanz dieser Aktivitäten zu verstehen, haben wir A3A-verwandte Enzyme von Rhesus- und Tamarinaffen, Pferden, Schafen, Hunden und Panda untersucht. Alle erwiesen sich bei all diesen Aktivitäten als ortholog für das menschliche Enzym und zeigten eine starke Konservierung von mehr als 148 My. Daher ist ihre einzigartige Rolle im DNA-Katabolismus ein etablierter Mechanismus, der wahrscheinlich alle schädlichen oder pathologischen Rollen wie genomische Instabilität und Krebsbildung überwiegt.

Chen et al. (2014) / PMC 3999860 (freier Volltext) / Repair of naturally occurring mismatches can induce mutations in flanking DNA.

"Normale" genomische DNA enthält Hunderte von Fehlpaarungen, die täglich durch die spontane Desaminierung von C (U / G) und Methyl-C (T / G) erzeugt werden. Daher kann eine mutagene Wirkung ihrer Reparatur eine schwere genetische Belastung darstellen. Wir zeigen hier, dass Fehlpaarungen, die in einem SV40-basierten Episom in humane Zellen eingeführt wurden, ausnahmslos repariert wurden, dieser Prozess jedoch Mutationen in flankierender DNA mit einer signifikant höheren Rate induzierte als keine Fehlpaarungskontrollen. Die meisten Mutationen betrafen das C von TpC, dem Substrat einiger einzelstrangspezifischer APOBEC-Cytidin-Deaminasen, ähnlich den Mutationen, die den "Mutator-Phänotyp" zahlreicher Tumoren charakterisieren können. siRNA-Knockdowns und Chromatin-Immunopräzipitation zeigten, dass TpC, das APOBECs bevorzugt, die Mutagenese vermittelt, und siRNA-Knockdowns zeigten, dass sowohl der Basenausschnitt als auch der Fehlpaarungsreparaturweg beteiligt sind. Daß natürlich auftretende Fehlpaare in Mutatoren umgewandelt werden können, stellt eine bisher unerwartete Quelle für genetische Veränderungen dar, die Krankheit, Alterung und evolutionärer Veränderung zugrunde liegen könnten. DOI: http://dx.doi.org/10.7554/eLife.02001.001.

Xia et al. (2017) / PMC 5387724 (freier Volltext) / Correlated Mutation in the Evolution of Catalysis in Uracil DNA Glycosylase Superfamily.

Enzyme in der Uracil-DNA-Glycosylase-Superfamilie (UDG) sind für die Entfernung von Uracil unerlässlich. Familie 4 UDGa ist eine robuste Uracil-DNA-Glycosylase, die nur auf doppelsträngige und einzelsträngige, Uracil-haltige DNA wirkt. Basierend auf Mutations-, Kinetik- und Modellierungsanalysen wird ein katalytischer Mechanismus vorgeschlagen, der die Stabilisierung der Gruppe durch H155 in Motiv 2 und die Wasserkoordination durch N89 in Motiv 3 beinhaltet. Die Analyse der gegenseitigen Informationen identifiziert ein komplexes korreliertes Mutationsnetzwerk, das eine starke Korrelation im EG-Dublett in Motiv 1 der UDGa-Familie 4 und im QD-Dublett in Motiv 1 der UNG der Familie 1 aufweist. Die Umwandlung von EG-Dublett in Familie 4 Thermus thermophilus UDGa in QD-Dublett erhöht die katalytische Effizienz um das Hundertfache bzw. Siebzehnfache gegenüber der E41Q- bzw. G42D-Einzelmutation, wodurch die starke Korrelation im Dublett korrigiert wird. Molekulardynamik-Simulationen legen nahe, dass die korrelierten Mutationen im Dublett in Motiv 1 den katalytischen H155 in Motiv 2 positionieren, um das austretende Uracilatanion zu stabilisieren. Der integrierte Ansatz hat wichtige Auswirkungen auf die Untersuchung der Enzymentwicklung und der Proteinstruktur und -funktion.

Die Abbildung ist stark komprimiert, um sie optisch übersichtlich zu halten. Das hat Vor- und Nachteile.

+ Der größte Vorteil ist (aus meiner Sicht) die geringe Anzahl von dargestellten Elementen, die erklärt werden müssen.

− Der größte Nachteil ist (aus meiner Sicht) die geringe Anzahl von dargestellten Elementen, auf die man sich beziehen kann, um sie zu erklären.

Was sagt das Bild ohne zusätzliche Beschreibung?

• Da links nichts rot oder gelb ist und rechts aber schon, sagt das Bild, dass links das Unspektakuläre und rechts das Aufregende dargestellt wird.
• Oben links fängt alles an und man kann von oben nach unten oder von links nach rechts den Pfaden folgen (Pfeilspitzen).
• Es gibt zwei Schrittfolgen, die bei Cytosin anfangen (Weg 1 nach rechts und Weg 2 nach unten).
• Da alle Pfeile Zahlen haben, sind die Schritte nummeriert.
• Da Schritt Nummer 2 zweimal auftaucht und links und rechts genau so aussieht, verläuft er parallel.

--> Und jetzt fängt es an, unübersichtlich zu werden:

Ist die doppelte 2 nun ein Weg oder ein Schritt? Vielleicht ja beides? oder weder noch? ... Na ja, erst mal weitergucken:

• Neben manchen Pfeilen stehen kursive Begriffe, wahrscheinlich Akteure der Umsetzung des jeweiligen Schritts.
• Neben anderen Pfeilen stehen aber nur Nummern und
• einmal ist ein kursiver Begriff zwischen zwei Pfeilen eingetragen.

--> Aha! Die Ziffern nummerieren keine Schritte oder Schrittfolgen im Bild selbst, sondern sind „Fußnoten“ für die Bildbeschreibung.

Was sagt die Bildbeschreibung im Zusammenhang mit dem Bild?

Man erkennt irgendwann, dass die Desaminierung vom 5-Methylcytosin zu 5-Methyluracil = Thymin

• in der Bildbeschreibung die Nummer 4 und
• im Bild selbst die Nummer 2 hat und zwar die rechte Nummer 2.

Im Bild selbst ist die Nummer 4 auf der linken Seite eingetragen und verweist auf einen anderen Schritt in einem anderen Pfad, in dem kein 5-Methyluracil = Thymin vorkommt.

Spätestens jetzt ist ist aus dem Dilemma kaum noch raus zu finden, wenn man nur Bild und Bildbeschreibung als Information hat.

Ich habe mir dann folgendes zusammen gereimt:

• Die Nummern im Bild sollen die gedachte erzählerische Reihenfolge kennzeichnen und
• die Unterscheidung von Ausgangspunkten, Schritten und Ergebnissen erfolgt nach einem sehr variablen Konzept.

Im oberen Teil des Bildes sind die vier Basen abgebildet, um die es geht, und die Darstellung erfolgt nach dem Grundkonzept chemischer Reaktionen unter Beteiligung von Enzymen (Nummern: 1, linke 2 und rechte 2). Im unteren Teil des Bildes kann das Konzept nicht mehr aufrecht erhalten werden und Vorgänge, Ergebnisse, beteiligte Partner etc. kommen durcheinander (Nummern 3, 4 und 5).

Unstimmigkeiten im Bild

• DNA--Methyl-Transferase, ein Minus zu viel
• Nummerierung; doppelte 2 und auf der rechten Seite folgt auf eine der beiden 2-en die 5. Das Nummerierungssystem ist selbst ein „Mutation-Hot-Spot“ und hat dazu geführt, dass in der Beschreibung eher auf die 4 als Vorgänger der 5, als auf die rechte 2 verwiesen wird.
• Die Basen werden als einzeln stehende Basen, nicht als DNA-Basen gezeigt, wobei die Reaktionspfeile Genauigkeit vortäuschen.
• Deaminierung (oder üblicher Desaminierung) zeigt +H₂O → -NH₃, die Methylierung zeigt aber kein +CH₃ → ... / SAM → SAH oder ähnliches.
• Uracil-DNA-Glycosidase steht zwischen zwei Pfeilen. Das täuscht vor, dass dieses Enzym aus Uracil entsteht (3) und anschließend (4) die Uracil-DNA-Glycosidase selbst so umgewandelt wird, dass alles wieder gut wird („DNA-Reparatur“).
• Endpunkte „DNA-Reparatur“ und „Punktmutation“; DNA-Reparatur klingt mehr nach Vorgang, Punktmutation mehr nach Ergebnis. Besser wäre statt „DNA-Reparatur“ so etwas wie „Wiederhergestellte DNA“ oder „Originalzustand“.

Unstimmigkeiten in der Bildbeschreibung

• Keine Rücksichtnahme auf die doppelte Nummer 2. Nur die 2 auf der linken Seite ist richtig kommentiert, aber nicht genau anvisiert [So etwas wie (2, links) wäre vielleicht besser].
• Falsch zugeordnete Nummern (siehe oben, Nummer 4 statt „rechter“ 2 verwendet).
• Fehlende Information über zwei Schlüsselenzyme: Cytidin-Deaminase und Uracil-DNA-Glycosilase; Zusatzinformationen über die 5'-DNA-Methyltransferase sind wahrscheinlich nicht nötig.
  1. Die Bezeichnung „Cytidin-Deaminase“ bezieht sich auf eine Genfamilie, deren Namensgeber in erster Linie das Cytosin im Cytidin desaminiert. Es gibt mehrere Mitglieder der Familie, die die Base Cytosin in anderen Kontexten desaminieren können, unter anderem als Cytosin und als 5'-Methylcytosin in einzelstränigiger DNA. Das Bild sagt (wahrscheinlich), dass Cytosin und 5'-Methylcytosin durch das gleiche Mitglied Cytidin-Deaminasen desaminiert werden sollen (doppelte 2). Das Bild schließt eine somatische Mutation (Differenzierung / Immunsystem / Entzündung) nicht aus; der nebenstehende Text (CpG-Inseln) deutet an, dass eher eine generationsübergreifende Punktmutation gemeint ist.
  2. Die Uracil-DNA-Glycosilase sollte zusammen mit den umgebenden Weg-Pfeilen beschrieben werden, weil sie erklärt, warum Uracil seltener zur Mutation führt, als Thymin. Da das Bild keinen eigenen Pfeil zur Verfügung stellt vielleicht so: (3)-(Basenexzision mithilfe von Uracil-DNA-Glycosilase)-(4).
• Verwirrende Zusatzinformationen über Desoxyribonukleoside; hängt sicherlich mit der Cytidin-Deaminase zusammen (die weder Cytosin-DNA-Desaminase noch Desoxycytidin-Deaminase heißt). Das Bild zeigt aber keine Desoxyribosen. Die Basen würden, denke ich, reichen: die Methylierung erfolgt an der jeweiligen Base, die Desaminierung erfolgt an der Base und mancher Reparaturschritt (Basenexzision durch Uracil-DNA-Glycosilase) betrifft nur die Base. Selbst wenn die Desoxyribose irgendwo beteiligt wäre, wird sie ja nicht gegen etwas anderes ausgetauscht. Vielleicht ist ein Hinweis nützlich, dass die Strukturformeln einzelne Basen zeigen und der Übergang zur Desoxyribose innerhalb von DNA nicht gezeigt ist.

Vermutete Intension für das Bild

Das Bild soll vermutlich sagen, dass die Desaminierung der abgeänderten (methylierten) Form des Cytosins häufiger zur Mutation führt, als das ursprüngliche Cytosin, obgleich erst einmal das Gleiche passiert (daher die doppelte Nummer 2 und die Erwähnung der alternativen Benennung 5-Methyluracil, so das auf beiden Seiten *cytosin zu *uracil führt).

Die Bildhervorhebungen sollen vermutlich den Gedanken unterstreichen, dass links was Normales und Solides passiert, was einen mehrstufigen Prozess voraussetzt (viele Pfeile und Komponeten, aber unauffällig koloriert, Ergebnis ist„...Reparatur“ ) und rechts etwas, was spektakulär endet (kurzer Prozess, viel Gelbes und Rotes, Ergebnis ist „...mutation“).

Es gibt drei verschiedene Enzyme, von denen eins nach rechts führt (DNA-Methyl-Transferase, Schritt 1), ein zweites, das sowohl links als auch rechts wirkt (Cytidin-Deaminase, Schritt 2) und ein drittes, das nur links aktiv ist (Uracil-DNA-Glycosilase, hinter Schritt 3).

Wahrscheinlich gab es in der Planung mal drei gedachte Bildkapitel: 1) Modifikation–Ursprüngliche oder methylierte Base, 2) Desaminierung–DNA-fremde oder DNA-eigene Base 3) Reparatur–Wiederherstellung oder Mutation.

Da die Uracil-DNA-Glycosylase (oder -Glycosidase), die innerhalb des DNA-Reparatur-Apparates arbeitet, sich gut eignet, um den Unterschied zwischen Uracil und Thymin deutlich zu machen, mussten vielleicht zusätzliche Bildelemente und Nummern her. (Ich wäre so vorgegangen, aber das ist spekulativ...)

Das Enzym Uracil-DNA-Glycosylase führt zu einer Lücke in der DNA. Konsequenterweise müsste das Ergebnis als leeres weißes Quadrat dargestellt werden, wo Lücke darunter steht (oder auch AP-Stelle für apurinische/ apyrimidinische Stelle, wie ich gelernt habe).

Das folgende bitte nicht ganz ernst nehmen ... ;-)

Links im Bild erkennt das Team um die Uracil-DNA-Glycosilase (DNA-Reparatur-Apparat), dass die Qualifikation des Uracil für eine Tätigkeit in der DNA nicht ausreicht und teilt dem Kandidaten freundlich mit, dass man sich für einen geeigneteren Mitbewerber für die Stelle als Nukleobase in der DNA entschieden hat. Im Bild ist nur zu sehen, wer die Stelle früher besetzt hat (Cytosin). Wäre auch die neue Base abgebildet, könnte man erkennen, dass sich der DNA-Reparatur-Apparat aufgrund seiner guten Erfahrungen für eine Base entschieden hat, die der alten verdammt stark ähnelt... ;-) Rechts im Bild stellt sich das durchtriebene 5'-Methyluracil als Thymin beim DNA-Reparatur-Apparat vor und verschweigt, dass es vor seiner Zeit in der DNA nur zum Einzelbaustein Cytosin ausgebildet wurde und die Zusatzqualifikationen (Methylgruppe und Desaminierung) aus dubiosen Quellen bezogen hat (flüchtige Kontakte zu einer DNA-Methyl-Transferase und zu einer Cytidin-Deaminase). Im Bild wird nicht gezeigt, dass die Vorstellung dieses nachgemachten Thymins vermutlich unter Zeitdruck in einer Einzel-Strang-Situation der DNA erfolgte, so dass das Guanin von gegenüber, dass dort schon länger als Nukleobase tätig war, nicht mitteilen konnte, dass die neue Base nicht richtig passt. Die Uracil-DNA-Glycosilase hatte keine Bedenken. ;-)

Vermutete Intension für die Bildbeschreibung

Die Bildbeschreibung sollte vermutlich sowohl den Pfeilen, als auch den Nummern in der Abbildung folgen (weil beides kongruent erscheint). Dadurch ist aus der rechten 2 im Bild versehentlich eine 4 geworden. Die Basenexzision durch die Uracil-DNA-Glycosilase wurde weggelassen, weil sie keine Nummer hat und die 4 im Bild wurde weggelassen, weil das nicht besonders auffällt. Es fällt nicht besonders auf, da unter Nummer 3 in der Beschreibung die DNA-Reparatur abgehandelt wurde, also die gesamte Bild-Kette ab Nummer 3: –(3)–Uracil-DNA-Glycosilase–(4)–DNA-Reparatur.

Weiterhin sollte die Bildbeschreibung einiges nachreichen, was das Bild nicht zeigt: komplementäre Basenpaarung, alternative Wege und die Auflösung des Widerspruchs zwischen dem Namen eines Enzyms und den tatsächlich vorhandenen Einzelbausteinen.

Weiterhin sollte die Beschreibung kompakt sein und dennoch etwas mit dem Bild zu tun haben.

Alte Informationen zum Bild

Erstes Mal aufgetreten: 02:33, 30. Sep. 2011‎ Muck (Diskussion | Beiträge)‎ . . (29.875 Bytes) +11.746‎ . . (Texttransfer von EpigenetikÜberarbeitung zur besseren TextiIntegration nötig !) (rückgängig | danken) [automatisch gesichtet] / Datei:Deaminierung.png ist nicht mehr vorhanden

Datei:Deaminierung.png

Folgen der Desaminierung: Cytidin kann durch die DNA-Methyltransferasen methyliert werden (1). Wird Cytidin desaminiert, entsteht Uracil (2). Dieses wird als DNA-fremd vom DNA-Reparatur-Apparat ausgetauscht (3). Wird 5-Methylcytidin desaminiert, entsteht Thymin (4). Dieses ist ein DNA-Baustein und die Thymin-Guanosin-Fehlpaarung wird durch Austausch von Thymin gegen Cytidin (Wiederherstellung des Ausgangszustandes) oder durch Austausch von Guanosin gegen Adenosin entfernt, was zu einer C?T-Punktmutation führt (5).

Auflösung

Man kann das Bild ändern und die zugehörige Beschreibung. Da kommen aber wahrscheinlich neue Ungereimtheiten zustande. Ich halte es (vorläufig) für besser, die Beschreibung dem vorhandenen Bild anzupassen. Der Nachteil dieser Vorgehensweise ist vor allem, dass kleine Korrekturen nicht reichen, um Richtigkeit und Übersichtlichkeit zu gewährleisten. Ich halte es für sinnvoll, als Beschreibung neben dem Bild stehenden Text zu verwenden, der herum fließt.

Wie oben schon angedeutet, kommt man nur weiter, wenn man in der „Erzählung“ der Reihenfolge der Nummern im Bild folgt. Im ersten Versuch hatte ich die übliche Form verwendet. Das heißt, der Bezug auf die Nummern stand am Ende des Satzes: ...Sachverhalt (1). bla bala (2). ....(2, links). Und so weiter. Das ist gerade dann unübersichtlich geworden, wenn zwischen den Referenznummern mehrere Sätze standen.

Im nächsten Schritt hatte ich die Nummern voran gestellt, als Liste: das war besser. Farbige Gestaltung der Nummern im Text war nicht gut.

Folgen der Desaminierung: siehe nebenstehender Text Folgen der Desaminierung In der nebenstehenden Abbildung soll dargestellt werden, wie Modifikation, Desaminierung und Reparatur von DNA so zusammenwirken, dass die Desaminierung eines nicht-modifizierten Cytosins meist zu einer erfolgreichen DNA-Reparatur führt, während die Desaminierung eines 5-Methylcytosins relativ häufig in einer Punktmutation mündet. Die Strukturformeln und einige Besonderheiten der beteiligten Nukleobasen (Cytosin, 5-Methylcytosin, Uracil und Thymin) sind im Bild gezeigt (siehe Anmerkung). Modifikation: ( 1 ) Die Nukleobase Cytosin kann durch eine DNA-Methyltransferase methyliert werden, wodurch 5-Methylcytosin entsteht. Desaminierung: ( 2 ) Sowohl Cytosin als auch 5-Methylcytosin können z. B. durch eine Cytidin-Deaminase (siehe Anmerkung) desaminiert werden. Wird auf der einen Seite (2, links) Cytosin desaminiert, entsteht Uracil; wenn auf der anderen Seite 5-Methylcytosin desaminiert wird, entsteht 5-Methylcytosin = Thymin (2, rechts). Reparatur: ( 3 ) Das links gezeigte Uracil ist DNA-fremd und kann daher sehr gut vom DNA-Reparatur-Apparat erkannt werden. Die falsche Base ausgeschnitten werden, was zu einer vorübergehenden Lücke in der DNA führt (Basenexzision mithilfe der Uracil-DNA-Glycosidase, siehe Anmerkung). ( 4 ) Eine Lücke, die durch die Uracil-DNA-Glycosidase entstanden ist, wird zumeist korrekt aufgefüllt. Dadurch wird der Ausgangszustand wieder hergestellt und das Ergebnis wäre eine erfolgreiche DNA-Reparatur. ( 5 ) Das rechts gezeigte Thymin (das auch 5-Methyluracil heißt) ist im Gegensatz zum links gezeigten Uracil eine normale Base in der DNA und wird deshalb häufiger vom DNA-Reparatur-Apparat toleriert. In einem solchen Fall würde die Umwandlung von Cytosin zum Thymin (C→T-Transition) fixiert werden. Das Ergebnis wäre eine Punktmutation. Die Strukturformeln zeigen die Basen einzeln, also ohne den Anschluss zur jeweiligen Desoxyribose innerhalb der DNA. Die Basen Cytosin und Uracil sind ohne besondere Hervorhebungen dargestellt, da sie nur selten zu Mutationen führen. Die modifizierte Base 5-Methylcytosin wurde gelb markiert, da sie der Ursprung der dargestellten Mutation ist. Die Methylgruppe am 5-Methylcytosin und am Thymin wurden rot markiert. Ebenso wurde der Schriftzug „Thymin“ rot markiert, um auf eine mutierte Base hinzuweisen. Anmerkung zur Cytidin-Deaminase: Die Desaminierung wird im Beispiel vom „Mutator“ Cytidin-Deaminase übernommen. Die Cytosin-Deaminasen (oder -Desaminasen) sind eine große Genfamilie, die nicht nur Mitglieder hat, die Cytosin innerhalb von Cytidin desaminieren, sondern auch Mitglieder (z. B. ), die in anderen Kontexten wirken und die Cytosin und 5'-Methylcytosin in einzelstränger DNA desaminieren, wie sie während der Replikation oder Transkription auftritt. Anmerkung zur Uracil-DNA-Glycosidase: Ein großer Unterschied für die Erfolgsrate bei der Reparatur von DNA besteht in der Anwendbarkeit einer Uracil-DNA-Glycosylase (oder Uracil-DNA-Glycosidase). Die Uracil-DNA-Glycosylase bilden eine Superfamilie. Viele Mitglieder dieser Familie sind Enzyme, die die DNA-fremde Base Uracil sehr spezifisch und effektiv ausschneiden (z. B. ), ohne das ähnliche, aber DNA-eigene Thymin anzugreifen.

---

Mögliche Folgen der Desaminierung

Die Nukleobase Cytosin kann durch eine DNA-Methyltransferase methyliert werden, wodurch 5-Methylcytosin entsteht (1). Sowohl Cytosin als auch 5-Methylcytosin sind in doppelsträngiger DNA korrekterweise mit Guanin gepaart und können in einzelsträngiger DNA (z. B. während der Replikation) durch eine Cytidin-Deaminase desaminiert werden (2). Wird auf der einen Seite Cytosin desaminiert, entsteht Uracil (2, links). Wenn auf der anderen Seite 5-Methylcytosin desaminiert wird, entsteht 5-Methylcytosin = Thymin (2, rechts). Das links gezeigte Uracil ist DNA-fremd und kann daher sehr gut vom DNA-Reparatur-Apparat erkannt werden (3). Die Uracil-Guanin-Fehlpaarung wird verhindert, indem die falsche Base ausgeschnitten wird (Basenexzision mithilfe der Uracil-DNA-Glycosidase). Die DNA-Fehlstelle mit einem Guanin ohne Partner löst die Auffüllung der Lücke aus (4). Dadurch wird der Ausgangszustand zumeist wieder hergestellt und das Ergebnis wäre eine erfolgreiche DNA-Reparatur.

Das rechts gezeigte Thymin (das auch 5-Methyluracil heißt), befindet sind im DNA-Doppelstrang jedoch in einer Thymin-Guanin-Fehlpaarung. Da Thymin im Gegensatz zum links gezeigten Uracil einen normale Base ist, fällt die Auflösung der Fehlpaarung häufiger zu Ungunsten des Guanins aus, so dass das Guanin gegen ein zum Thymin passendes Adenin ausgetauscht werden kann (5). In diesem Fall würde die Umwandlung (eine C→T-Transition) fixiert werden: als Punktmutation. |alternativtext=]]

---

AltFolgen der Desaminierung: Die Nukleobase Cytosin kann durch die DNA-Methyltransferasen methyliert werden (1). Wird Cytosin desaminiert, entsteht Uracil (2). Dieses kann vom DNA-Reparatur-Apparat als DNA-fremd erkannt und ausgetauscht werden (3). Wird 5-Methylcytosin desaminiert, entsteht 5-Methyluracil = Thymin (4), eine übliche andere DNA-Base, womit eine Punktmutation durch C→T-Transition auftritt (5).
Im DNA-Doppelstrang entsteht damit eine Thymin-Guanin-Fehlpaarung. Wird diese durch Tausch von Thymin (bzw. Desoxythymidin) gegen Cytosin (bzw. Desoxycytidin) behoben, so ist der Ausgangszustand wiederhergestellt; ein Tausch von Guanin (bzw. Desoxyguanosin) gegen Adenin (bzw. Desoxyadenosin) hingegen behebt wohl die Fehlpaarung, fixiert aber die Mutation. Ohne Austausch gehen aus der nächsten Replikation eine DNA ohne und eine DNA mit Mutation hervor.

---

Die wichtigste epigenetische Veränderung ist die Methylierung von Cytosin als Nukleobase der DNA. Dabei werden bei Säugetieren nur solche Cytosine methyliert, die innerhalb von C-G-Dinukleotiden (auch CpG-Dinukleotide oder CpG-Stellen genannt) angetroffen werden. Andere Cytosine werden durch die bekannten menschlichen DNA-Methyltransferasen (DNMT) nicht verändert.

Während der DNA-Verdopplung vor jeder Zellteilung gibt es den alten DNA-Strang, an dem bestimmte Cytosine methyliert sind, während der neugebildete DNA-Strang noch nicht methyliert ist. Das Enzym DNMT3 methyliert jedes Cytosin in einem halbmethylierten CG/CG-Paar. Eine solche CG-Methylierung führt dazu, dass Methyl-CG-erkennende Proteine an diese ^meCG-Paare binden können. Diese Bindung führt zur Anlagerung weiterer Proteine und zur Verdichtung der Nukleosomen (siehe weiter unten). Dadurch ist die DNA an solchen ^meCG-Paaren für die RNA-Polymerase nicht ablesbar und das darunterliegende Gen ist inaktiv.

Methylierte Cytosine sind anfällig für Desaminierung, dabei verliert das Cytosin die Aminogruppe an Position 4 des Ringes. Ein desaminiertes, nichtmethyliertes Cytosin ist ein Uracil. Dieses ist keine der vier normalen DNA-Basen Adenin, Cytosin, Guanin oder Thymin. Daher wird ein Uracil in der DNA als Fehler erkannt und ausgetauscht. Wird aber ein 5-Methylcytosin desaminiert, entsteht damit 5-Methyluracil, mit anderem Namen Thymin, das ein übliche DNA-Base ist. In einem DNA-Doppelstrang kann der übliche DNA-Reparaturapparat nicht erkennen, ob das Thymin oder aber das gegenüberliegende Guanin falsch eingebaut ist. Daher ist die Desaminierung eines Methylcytosins in ein Thymin problematisch. Bleibt die Umwandlung erhalten und hat sie in einer Keimzelle stattgefunden, so kann sie auch vererbt werden (als C→T-Punktmutation).

Wenn man auszählt, wie häufig Zweierpaare benachbarter Nukleobasen in den Nukleotiden einer Nukleinsäure insgesamt vorkommen, stellt man fest, dass fast alle Paare etwa gleich häufig sind. Nur Paare von Cytosin und Guanin (CG bzw. GC) kommen wesentlich seltener vor. Als ein Grund dafür wird angenommen, dass methyliertes Cytosin, an dem eine Desaminierung stattfand, nicht repariert wurde, und die Häufigkeit von C daher geringer ist.

Die erhalten gebliebenen CG-Dinukleotide treten gehäuft vor allem in den Genbereichen auf, die für die Steuerung von Genen zuständig sind, den Promotoren. Ein Teil der Promotoren hat eine hohe Dichte an CG-Dinucleotiden, man spricht von einer CpG-Insel (Cytosin phosphat Guanin – Insel). Würden hier CG- in TG-Paare umgewandelt, könnten Zellfunktionen verändert werden oder verloren gehen. Wenn eine solche Veränderung die Existenz der Zelle bzw. des Embryos gefährdet, findet Selektion gegen die Veränderung statt und die Veränderung wird nicht vererbt. CpG-Inseln sind in gesunden Zellen generell unmethyliert, in Promotoren mit niedriger CG Dichte besteht ein qualitativer Zusammenhang zwischen Methylierung und der Aktivität des zugehörigen Gen. Ist ein Promoter methyliert so ist das kontrollierte Gen meist inaktiv.

Cytosin-Methylierungen können durch eine Bisulfit-Sequenzierung bestimmt werden.

DNA-Methyltransferasen (DNMT)

Bislang sind drei menschliche DNA-Methyltransferasen bekannt: DNMT1, DNMT3a und DNMT3b (DNMT2 methyliert RNA). Für die Erhaltungs-Methylierung (Maintenance-Methylierung) bei der Zellteilung ist DNMT1 zuständig. DNMT3a und DNMT3b methylieren die CG-Dimere, die aufgrund von Zelldifferenzierungen neu methyliert werden (de-novo-Methylierung). Mutationen im DNMT3b-Gen auf Chromosom 20 führen zum Immunschwäche/zentromere Instabilität/Gesichtsausdrucks-Anomalie-Syndrom (ICF). An methylierte DNA kann sich das Methyl-bindende Protein (MeCP) anlagern. Dieses wiederum ist Keim für weitere Proteinanlagerungen, die schließlich auch zur Modifizierung von Histonen führen. Kondensiertes Histon in Zusammenarbeit mit dem durch MeCP ausgelösten Proteinkomplex führt zur Inaktivierung eines Chromosomenabschnittes.

DNA-Demethylase

Auch das Methyl-abspaltende Enzym DNA-Demethylase wurde identifiziert. Es war als Methyl-CpG-Domäne-bindendes Protein 2 (MBD2) schon früher beschrieben worden. Damit ist die Methylierung von DNA keine Einbahnstraße, sondern der Methylierungszustand kann zellfunktionsabhängig geregelt werden. Eine solche Situation nennt man plastisch.

Embryonalentwicklung

Dynamische DNA-Methylierung während der embryonalen Entwicklung von Mäusen
% CpG methylation: % CpG-Methylierung;   FERTILIZATION: Befruchtung;   zygote: Zygote;   blastocyst: Blastozyste;   Epiblast: Epiblast;   Somatic  tissues: Somatische Gewebe;   Germline: Keimbahn;   PGC: Urkeimzellen;   BIRTH: Geburt;   Gametes: Keimzellen;   E0.5 ... E13.5: Tage der Embryonal-Entwicklung nach der Befruchtung;   Ovulation: Follikelsprung.

Zwischen den Generationen werden die DNA-Methylierungsmuster bei Säugetieren größtenteils gelöscht und wiederhergestellt. Die Löschung betrifft fast alle Methylierungen der Eltern. Diese Demethylierung mit anschließender Remethylierung findet zwei Mal statt: zuerst während der Gametogenese und erneut in der frühen Embryogenese. Die Demethylierung in der frühen Embryogenese erfolgt in der Präimplantationsphase in zwei Stadien – zunächst in der Zygote, dann in den ersten embryonalen Replikationszyklen von Morula und Blastula. Eine Methylierungswelle findet dann während der Implantationsphase des Embryos statt, wobei die CpG-Inseln vor der Methylierung geschützt sind. Dadurch werden die Haushaltsgene in allen Zellen exprimiert. Danach, in der Postimplantationsphase, sind die DNA-Methylierungsmuster stadien- und gewebespezifisch, das heißt, sie weisen die Unterschiede auf, die jeden einzelnen Zelltyp definieren und bleiben über einen langen Zeitraum stabil.

Obwohl die DNA-Methylierung per se für das transkriptionale Silencing (=Abschaltung der Genaktivität) nicht notwendig ist, wird angenommen, dass sie dennoch einen „gesperrten“ Zustand darstellt, der die Transkription definitiv inaktiviert. Insbesondere scheint die DNA-Methylierung entscheidend für die Aufrechterhaltung des monoallelischen Silencing im Kontext des genomischen Imprintings und der Inaktivierung des X-Chromosoms zu sein.

In diesen Fällen unterscheiden sich die exprimierten und stummen Allele durch ihren Methylierungsstatus, und der Verlust der DNA-Methylierung führt zu einem Verlust der Prägung und Re-Expression von Xist in somatischen Zellen. Xist (X-inactive specific transcript) ist ein RNA-Gen auf dem X-Chromosom der Plazenta-Säugetiere, das als Haupteffektor des X-Inaktivierungsprozesses fungiert. Während der Embryonalentwicklung verändern nur wenige Gene ihren Methylierungsstatus. Eine wichtige Ausnahme sind viele Gene, die spezifisch in der Keimbahn exprimiert werden.

Die DNA-Methylierung erscheint in differenzierten Zellen unbedingt erforderlich, da der Knock-Out einer der drei wirksamen DNA-Methyltransferasen zu einem Absterben als Embryo oder nach der Geburt führt. Im Gegensatz dazu ist die DNA-Methylierung bei undifferenzierten Zelltypen wie der inneren Zellmasse der Blastozysten, Urkeimzellen oder embryonalen Stammzellen entbehrlich. Da die DNA-Methylierung nur eine begrenzte Anzahl von Genen direkt zu regulieren scheint, bleibt offen, wie genau die Abwesenheit von DNA-Methylierung den Tod differenzierter Zellen verursacht.

Obwohl mütterliche und väterliche Genome bei jedem Durchgang durch die Keimbahn neu programmiert werden, sind sie unterschiedlich. Dieses Phänomen wird genomische Prägung genannt. Während der Gametogenese werden die DNA-Methylierungsmuster in den Urkeimzellen gelöscht und auf der Grundlage des Geschlechts des sendenden Elternteils wiederhergestellt. Nach der Befruchtung werden die väterlichen und mütterlichen Genome erneut demethyliert und remethyliert (mit Ausnahme von differenziell methylierten Regionen, die mit geprägten Genen assoziiert sind). Diese Umprogrammierung ist wahrscheinlich für die Totipotenz des neugebildeten Embryos und die Auslöschung erworbener epigenetischer Veränderungen erforderlich.

Biologische Funktionen von DNA-Methylierungen

Die DNA-Methylierung ist sehr weit verbreitet (siehe oben) und hat daher eine entsprechende Vielfalt biologischer Funktionen, z. B. auf dem Gebiet der Epigenetik. Im Folgenden wird auf einige funktionelle Aspekte der DNA-Methylierung näher eingegangen:

Bei Prokaryoten

• Schutz vor fremder DNA: Unterscheidung zelleigener DNA von solcher, die von außen in die Zelle gelangt ist.
• Fehlerkorrektur bei der DNA-Synthese: Unterscheidung des ursprünglichen (methylierten) DNA-Strangs vom neusynthetisierten Strang, in welchem die Nukleobasen noch nicht methyliert sind.

Bei Eukaryoten

• Nutzung der DNA als Informationsträger: Markierung von aktiven und inaktiven Bereichen der DNA, unter anderem abhängig vom Lebensalter.

DNA-Methylierung und Schutz vor fremder DNA

DNA ist weit verbreitet. Zellen unterschiedlicher Arten können in unmittelbarer Nachbarschaft existieren. Sowohl bei der Nahrungsaufnahme einer Zelle (z. B. Phagozytose) wie auch bei parasexuellen und sexuellen Prozessen kommt es zur Aufnahme der DNA von einer (lebenden oder toten) Zelle in eine andere Zelle. Darüber hinaus sind viele Zellen in der Lage, unter bestimmten Umständen Fremd-DNA leicht aufnehmen zu können (Zellkompetenz).

Da eine lebende Zelle ihre Integrität nur erhalten kann, wenn die genetische Information sinnvoll ist, sollte sie in der Lage sein, fremde DNA zu erkennen und zu eliminieren. Dies wird häufig durch ein System aus zwei Enzymgruppen gewährleistet: Die DNA-Methyltransferasen und die Restriktionsendonukleasen.

Die Methyltransferasen erkennen eine (meist kurze) DNA-Sequenz und hängen eine Methylgruppe an eine definierte Nukleobase. Dadurch entsteht ein sogenanntes Methylierungsmuster. Daneben erkennen die Restriktionsenzyme jeweils eine (meist kurze) DNA-Sequenz und trennen die DNA an definierten Stellen zwischen Phosphat und Desoxyribose bei bestimmten vorhandenen oder abwesenden Methylierungen. Viele Restriktionsenzyme sind methylierungssensitiv. Das heißt, sie zerschneiden die DNA nur, wenn an bestimmten Stellen Methylierungen vorliegen oder wenn an bestimmten Stellen keine Methylierungen vorhanden sind.

Das System aus Methyltransferasen und Restriktionsenzymen ist in einer lebenden Zelle so abgestimmt, dass die eigene DNA nicht zerschnitten wird. Fremde DNA, die von außen in die betrachtete Zelle gelangt, hat jedoch in den allermeisten Fällen ein anderes Methylierungsmuster. Daher wird sie mit hoher Wahrscheinlichkeit von den Restriktionsenzymen sowie anderen Nukleasen verdaut. In seltenen Fällen wird fremde DNA nicht oder nur zum Teil verdaut und dauerhaft in die zelleigene DNA integriert. Eine Integration fremder DNA wird auch als horizontaler Gentransfer bezeichnet und ist ein Motor der Evolution.

Nachfolgend wird ein einfaches System aus Methyltransferase und Restriktionsenzym als Beispiel erläutert.

Beispiel für DNA-Methylierung und DNA-Restriktion

Das Zusammenwirken von DNA-Methylierung und DNA-Restriktion (Spaltung von DNA) soll anhand der Enzyme DpnM (DNA-Methyltransferase) und DpnII (Restriktionsenzym) beschrieben werden. Die Enzyme stammen aus dem Bakterium Diplococcus pneumoniae. Die Methyltransferase DpnM sorgt dafür, dass die palindromische Sequenz GATC im Adenosin methyliert wird:

    m
 --GATC--
 --CTAG--
     m

Dadurch kann „frische DNA“ die gerade neu entstanden ist, von der alten DNA, die als Vorlage gedient hat, unterschieden werden:

    m
 --GATC--
 --CTAG--

Das ist für die korrekte Reparatur von Fehlern während der DNA-Replikation wichtig. Der sogenannte hemimethylierte Zustand (eine Seite ist methyliert, die andere nicht) wird nachfolgend durch die Methyltransferasen – wie z. B. DpnM – durch Methylierung aufgehoben. Sollte DNA einer anderen Art in die D. pneumoniae-Zelle gelangen, so ist diese DNA in der Sequenz GATC meist nicht methyliert:

 --GATC--
 --CTAG--

Diese doppelsträngige DNA wird mit großer Wahrscheinlichkeit vom Restriktionsenzym DpnII zerschnitten. Neben anderen Prozessen führt das dazu, dass fremde DNA eher als Nahrung und weniger als Erbsubstanz dient. Dieses ist außerdem ein Mechanismus, mit dem sich Bakterien vor Bakteriophagen schützen – indem sie die eingebrachte DNA in kleine Stücke schneiden.

DNA-Methylierung und Fehlerkorrektur bei der DNA-Neusynthese

Die identische Verdopplung der Desoxyribonukleinsäure (DNA-Replikation) ist eine wesentliche Voraussetzung für die Zellteilung und damit für die Vermehrung. Die DNA-Replikation wird dadurch gewährleistet, dass Enzyme (die DNA-abhängigen DNA-Polymerasen) den bereits vorhandenen alten Strang „lesen“ und dabei den neuen Strang „schreiben“. Dabei können Fehler auftreten. Die Fehlerstellen können durch die DNA-Reparatursysteme einer Zelle erkannt werden, da dort keine komplementäre Basenpaarung vorliegt. Allerdings bliebe unklar, welche der beiden Möglichkeiten die richtige sei, wenn sich alter und neuer DNA-Strang nicht unterschieden. Da der alte Strang jedoch methyliert ist, der neue aber noch nicht, ist eine Unterscheidung möglich. Die DNA-Reparatursysteme von Bakterien können diesen hemimethylierten („halbmethylierten“) Zustand zur postreplikativen Fehlerkorrektur nutzen.

Bei Eukaryoten werden die Reparaturenzyme z. B. durch das Ringklemmenprotein (PCNA – Proliferating-Cell-Nuclear-Antigen) rekrutiert, welches die Stränge während der Replikation auseinander hält. Es gibt allerdings weitere Reparatur-Mechanismen. In den Zellen des Menschen wie auch anderer Säugetiere ist eine kurze Folge aus zwei Grundbausteinen (Nukleosiden) die Grundlage für eine DNA-Methylierung: das CpG-Dinukleotid (Desoxycytidin – Phosphorsäure – Desoxyguanosin). In der Aufeinanderfolge der beiden Nukleobasen Cytosin–Guanin wird das Cytosin methyliert. Bis auf einige Bereiche passiert dies fast in der gesamten menschlichen Erbsubstanz. Auch hier ist (wie bei den Bakterien) ein hemimethylierter Zustand für die postreplikative Reparatur entscheidend. Im Folgenden wird eine solche Reparatur anhand eines Beispiels vereinfacht, in sechs Schritten dargestellt:

Schritt 1 (6), Abbildungsserie zu halbmethylierten CpG-Stellen, Replikation und Reparatur	Schritt 2 (6), Abbildungsserie zu halbmethylierten CpG-Stellen, Replikation und Reparatur
1. Vor der DNA-Replikation sind im betrachteten Beispielabschnitt die CpG-Dinukleotide in beiden Strängen am Cytosin methyliert. 2. Während der DNA-Replikation kommt es zum Fehler: Statt eines Thymidintriphosphat-Moleküls wird ein Cytidintriphosphat verwendet. Dadurch wird an der entsprechenden Stelle die komplementäre Basenpaarung aufgehoben. 3. Nach Abschluss der DNA-Replikation im Beispielabschnitt liegt der DNA-Doppelstrang hemimethyliert vor. Das heißt, der alte Strang ist methyliert, der neue nicht. Ein Protein-Komplex bindet an die halbseitig methylierten CpG-Stellen (Hemi-mCpG-Np95-Dnmt1) und ermöglicht ein nachträgliche, neustrang-spezifische Reparatur bis in einen Bereich hinein, in welchem der DNA-Doppelstrang bereits beginnt, sich mit den Histonen zum Chromatin zu assemblieren. 4. Die Stelle der Fehlpaarung wird erkannt. Von den beiden Möglichkeiten Adenosinmonophosphat und Cytidinmonophosphat wird das Cytidinmonophosphat ausgeschnitten, das im nichtmethylierten Strang liegt. Tymidintriphosphat wird verwendet, um die Lücke zu schließen. 5. Der reparierte DNA-Doppelstrang liegt im hemimethylierten Zustand vor. 6. Durch die Übertragung von Methylgruppen auf die Nukleobase Cytosin in den CpG-Dinukleotiden wird der Grundzustand wiederhergestellt.	Schritt 3 (von 6), Abbildungsserie zu halbmethylierten CpG-Stellen, Replikation und Reparatur Schritt 4 (von 6), Abbildungsserie zu halbmethylierten CpG-Stellen, Replikation und Reparatur
Schritt 6 (von 6), Abbildungsserie zu halbmethylierten CpG-Stellen, Replikation und Reparatur	Schritt 5 (von 6), Abbildungsserie zu halbmethylierten CpG-Stellen, Replikation und Reparatur

DNA-Methylierung und die Nutzung der DNA als Informationsträger

DNA-Methylierungen sind Markierungen, die es der lebenden Zelle gestatten, Bereiche innerhalb der DNA für verschiedene Prozesse selektiv zu nutzen. Die Markierung von DNA kann ähnlich wie Textformatierungen in einem Buch betrachtet werden: Wenn in einem Lexikon ein Stichwort hervorgehoben dargestellt ist, hat es für den Leser eine andere Bedeutung als dasselbe Wort im Fließtext. Es existieren mehrere (sich überschneidende) Möglichkeiten, wie DNA-Methylierungen die Art der Interpretation von Information variieren, welche in der Bausteinabfolge der DNA gespeichert ist.

DNA-Methylierung und Genregulation

In einem Bereich vor einem Gen (stromaufwärts, upstream) sind häufig Stellen vorhanden, die sich hinsichtlich ihres Methylierungsmusters von der Umgebung unterscheiden. Dabei kann in vielen Fällen der Methylierungsgrad in unterschiedlichen Situationen variieren. Dadurch wird eine selektive Lesehäufigkeit des dahinterliegenden Gens möglich, was man als Genregulation oder differenzielle Genexpression bezeichnet. Beispiele für solche Bereiche, die selektiv methyliert sein können, sind CpG-Inseln.

DNA-Methylierung und Imprinting (genomische Prägung)

Die genomische Prägung ist ein Spezialfall einer differenziellen Genexpression, welche in der Regel durch DNA-Methylierung gesteuert wird. Durch unterschiedliche DNA-Methylierungsmuster in den männlichen und weiblichen Keimzellen können väterliche und mütterliche Allele unterschieden werden. Bei Genen, die dem Imprinting unterliegen, wird nur das mütterliche oder väterliche Allel genutzt. Dadurch ist eine geschlechtsspezifische Ausprägung von phänotypischen Merkmalen möglich.

Medizinische Bedeutung

Da fehlerhafte DNA-Methylierungen auf Zellebene reduzierte oder erhöhte Genaktivität bedingen und diese Aktivitätsveränderungen meist stabil an Tochterzellen vererbt werden, sind sie auf Organismenebene häufig auch Ursache für Krankheiten. So weisen z. B. Tumorzellen oft Methylierungsmuster auf, die von denjenigen gesunder Gewebe signifikant abweichen. Ein Tumor kann dabei sowohl als Folge zu starker Methylierung (Hypomethylierung-Hypermethylierung) von upstream DNA-Bereichen entstehen, als auch bei verringertem Methylierungsgrad. Der regulatorische Bereich vor jedem Gen (Promotorbereich) besteht aus verschiedenen typischen DNA-Sequenzen, die spezielle Bindungsstellen für unterschiedliche Enzyme darstellen. Meistens blockiert eine hypermethylierte upstream DNA den Zugang transkriptionsaktiver Faktoren und Enzyme, wodurch die Genaktivität des nachfolgenden Gens supprimiert wird.

Die DNA-Bereiche, die für die Methylierung von besonderer Bedeutung sind, heißen CpG-Inseln. Ihr GC-Gehalt beträgt etwa 60 % (Gesamtgenom: ca. 40 %), und in diesen Abschnitten liegt das Dinukleotid Cytosin-Guanin (5'-CpG-3') im Vergleich zum restlichen Genom mit zehn- bis zwanzigmal erhöhter Frequenz vor. CpG-Inseln dienen in der humangenetischen Forschung oft der Zuordnung von Genen zu genetischen Erkrankungen. Die Gene und die durch DNA-Methylierung gesteuerten Bereiche vor dem jeweiligen Gen können für die Diagnose von vererbbaren Erkrankungen mit molekulargenetischen Methoden eingesetzt werden.

Eine Therapie von Erkrankungen durch eine gezielte Beeinflussung der DNA-Methylierung ist bisher und auf absehbare Zeit nicht möglich – u. a. auch deshalb, weil zu wenig über das ‚richtige‘ Methylierungsmuster gesunder Gewebe bekannt ist. Derzeit gibt es nur experimentelle In-vitro-Ansätze, durch sogenannte Zinkfingerproteine (spezielle Klasse von Proteinen, die um ein zentrales Zink-Ion DNA-bindende Domänen besitzen und mit Methylasen oder Demethylasen gekoppelt sein können), um so gezielt bestimmte Sequenzen modifizieren zu können.

Regulation der DNA-Methylierung in Tumoren

Die DNA-Methylierung in Tumorzellen unterscheidet sich von derjenigen in gesunden Zellen.

• Die Analyse der DNA-Methylierung von Tumorzellen hat ergeben, dass in Tumorzellen häufig die Gene für sogenannte Tumorsuppressorproteine im Vergleich zu Normalzellen methyliert sind.
• So ist in der akuten myeloischen Leukämie (AML) häufig die CG-Insel des P15-Proteins (auch CDKN2B oder ink4b genannt) methyliert.
• P15 ist ein hemmender Regulator des Zellzyklus.
• Nach Bildung von ^meCG in der CG-Insel von P15 wird dessen Transkription und die Biosynthese des P15-Proteins eingestellt.
• Beim Zellzyklus-Regulator P53 ist in 50 % aller menschlichen Tumoren das P53-Gen hypermethyliert und damit inaktiviert.
• Da P53 das proof-reading kontrolliert, wird durch Ausschalten von P53 die Fehlerkontrolle aufgegeben und Mutationen können sich anhäufen, die zur Ausschaltung weiterer Tumorsuppressor-Gene oder zur Aktivierung zellwachstums-fördernder Proteine führen können.

Andererseits ist in Tumorzellen die globale DNA-Methylierung geringer als in Normalzellen. Das führt man darauf zurück, dass das in Normalzellen hochmethylierte Heterochromatin (vor allem die Zentromer-Region) in Tumorzellen geringer methyliert ist.

Seitdem man den Einfluss der Hypermethylierung auf das Tumorwachstum identifiziert hat, hat man nach Wegen gesucht, um durch Demethylierung die im Entstehen begriffenen bzw. auch schon existierende Tumore wieder der Zellzykluskontrolle zu unterwerfen:

• Cytosin-ähnliche Substanzen wie Azacytosin oder Aza-Desoxy-Cytosin werden in Patienten mit Akuter Myeloischer Leukämie infundiert.
• Diese Stoffe werden in Zellen aufgenommen, deren DNA verdoppelt wird.
• Azacytosin kann in der Zelle in Aza-Desoxy-Cytosin umgewandelt werden.
• Aza-Desoxy-Cytosin wird anstelle von Cytosin in DNA eingebaut.
• Die DNMT3, die die hemimethylierten CGs methylieren will, bindet an das Aza-Analog.
• Der Austausch von Kohlenstoff gegen Stickstoff bewirkt, dass das Enzym bei dem enzymatischen Methyltransfer an der DNA hängenbleibt und keine weiteren Reaktionen durchführen kann.
• Mit diesem Verfahren werden die DNMT3 inaktiviert und eliminiert. Eine Methylierung findet nicht mehr statt.
• Nach der nächsten Zellteilung ist die DNA weniger methyliert. Wenn von dieser De-Methylierung z. B. das P53- oder das P15-Gen betroffen sind, findet wieder Zellzykluskontrolle statt.
• Das Tumorwachstum ist damit unterbunden.

Es wurden klinische Studien veröffentlicht, in denen bei menschlichen Patienten ein hemmender Effekt von Aza-Desoxy-Cytosin auf Tumorentwicklung gezeigt werden konnte. Die Forscher nennen ihr Verfahren Epigenetische Therapie.

Für die Behandlung des Myelo-Dysplastischen Syndroms, das sich häufig zu einer Akuten Myeloischen Leukämie entwickelt, wurde 5-Aza-2'-Desoxy-Cytosin unter dem Namen Dacogen von der FDA im Jahre 2006 als Medikament freigegeben. Ein anderer Name für diese Substanz ist Decitabin.

Abgrenzung von Begriffen im Zusammenhang mit der DNA-Methylierung

Methylierung

Die Methylierung ist eine universelle chemische Abwandlung von Molekülen. Im Bereich anorganischer und organischer Chemie nennt man die abgewandelten Moleküle auch Derivate, bei der biologischen Betrachtung derart abgewandelter Makromoleküle spricht man von Modifikationen.

So können außer den Nukleobasen in der DNA auch Proteine durch Methyltransferasen methyliert werden.

DNA-Methylierung (Begriffsanwendung)

In engerem Sinn bezeichnet DNA-Methylierung die natürliche, enzymatische Übertragung von Methylgruppen (–CH₃) auf die Nukleinbasen der DNA (z. B.). Weiterhin werden auch die Resultate dieses Vorgangs so bezeichnet. Üblicherweise meint die Einzahl („eine DNA-Methylierung“) in diesem Kontext das Vorkommen einer Methylgruppe an einer einzelnen Nukleinbase; die Anwendung der Mehrzahl („die DNA-Methylierungen“) verweist auf die chemischen Abänderungen von mehreren Grundbausteinen (Nukleinbasen) in einem Abschnitt der Erbsubstanz (DNA).

In erweitertem Sinn wird der Ausdruck „DNA-Methylierung“ für komplexe biologische Prozesse verwendet, die das Erstellen und Löschen von DNA-Methylierungs-Mustern einschließen (z. B. Embryogenese der Säugetiere). Die DNA-Methylierung ist prinzipiell reversibel (rückführbar). Die Entfernung von Methyl-Gruppen heißt Demethylierung.

DNA-Demethylierung

DNA-Demethylierung bezeichnet die Änderung von Nukleobasen, die zuvor methyliert waren und dies anschließend nicht mehr sind. Dabei kann es sich um die tatsächliche Entfernung von Methylgruppen durch entsprechende Enzyme (Demethylasen) handeln, so dass die ursprünglichen Nukleobasen wieder hergestellt werden (Demethylierung in engerem Sinn) oder um eine Umwandlung der Methylgruppen in andere chemische Modifikationen (z. B. Umwandlung von 5-Methylcytosin in 5-Hydroxymethylcytosin, „Demethylierung“ in weiterem Sinn).

Modifikation und Mutation

Der Ausdruck „Modifikation“ wird in der Biologie mit verschiedenen Bedeutungen gebraucht. Von einer phänotypischen Modifikation spricht man, wenn sich die Eigenschaften eines Lebewesens durch geänderte Umweltbedingungen ändern (veränderter Phänotyp), ohne dass die Erbsubstanz in der Abfolge ihrer Grundbausteine verändert wurde (unveränderter Genotyp). Wird der Ausdruck „Modifikation“ ohne weitere Attribute verwendet, ist meist diese phänotypische Modifikation gemeint. Die DNA-Methylierung ist eine DNA-Modifikation und damit eine Modifikation von Makromolekülen. Die „DNA-Modifikation“ und die „phänotypische Modifikation“ sind verschiedene Begriffe, haben allerdings die Gemeinsamkeit, ohne Änderung der Abfolge der Grundbausteine der Desoxyribonukleinsäure zustande zu kommen. Die DNA-Modifikation und die phänotypische Modifikation sind daher keine Mutationen. DNA-Modifikationen können aber Mutationen nach sich ziehen. So steigt die Wahrscheinlichkeit, dass ein Cytosin zum Thymin umgewandelt wird (Punktmutation), wenn dieses Cytosin methyliert auftritt (siehe CpG-Stellen).

Modifikationen der DNA können auch phänotypische Modifikationen nach sich ziehen: Veränderte Umweltbedingungen führen über die Signaltransduktion zu einem veränderten Methylierungsmuster der DNA in bestimmten Bereichen (DNA-Modifikation); dadurch werden die Bedingungen für den Zugriff auf Gene verändert. Damit kann die Nutzung von Genen abgeändert werden (differenzielle Genexpression); dies zeigt sich in einer Änderung der Eigenschaften des Lebewesens (phänotypische Modifikation).

Eine Mutation ist per Definition vererbbar. DNA-Modifikationen sind es nicht oder nur unter gewissen Bedingungen. Ein Beispiel der teilweisen Vererbbarkeit von DNA-Modifikationen ist die genomische Prägung. Dabei findet durch DNA-Methylierung eine Unterscheidung zwischen väterlichem und mütterlichem Allel desselben Gens statt. Bei geprägten Genen ist nur ein Allel aktiv. Die dafür verantwortlichen DNA-Methylierungsmuster werden in die nächste Generation übertragen, also vererbt. Da die Grundbausteine (Nukleobasen) aber bei beiden Allelen erhalten bleiben und die Modifikation durch DNA-Demethylierung rückführbar ist, handelt sich bei der genomischen Prägung weder um Mutationen noch um genetische Vererbung.

Epigenetische Markierung

Je nachdem, welche Definition für Epigenetik angewendet wird, sind Methylierungen an den Nukleobasen der DNA epigenetisch.

Die gegenwärtig (2017) meist genutzten Definitionen beziehen sich auf Lebewesen mit Zellkern (Eukaryoten) und verwenden Begriffe wie Mitose, Meiose bzw. Chromosom. Sie schließen dadurch die Lebewesen ohne Zellkern (Bakterien und Archaeen) nicht mit ein. Von Forschern auf dem Gebiet bakterieller Epigenetik wurde vorgeschlagen, eine vorläufige Definition zu verwenden, die die Epigenetik als Untersuchung der Zelllinienbildung durch nicht-mutationale Mechanismen anspricht, solange keine allgemein akzeptierte Definition der Epigenetik vereinbart wurde.

Den Begriff der Epigenetik prägte Conrad Hal Waddington. 1942 definierte er Epigenetik als „the branch of biology which studies the causal interactions between genes and their products which bring the phenotype into being“ – den Zweig der Biologie, der die kausalen Wechselwirkungen untersucht zwischen Genen und ihren Produkten, die den Phänotyp hervorbringen. Nach dieser ursprünglichen und allgemeiner gehaltenen Definition wären auch bei Lebewesen ohne Zellkern die DNA-Methylierungen epigenetisch, die den jeweiligen Phänotyp beeinflussen.

Ohne Nachweis des jeweiligen Kausalzusammenhangs wird oft die Formulierung „epigenetische Markierung“ verwendet, um den Umstand zu beschreiben, dass Teile des Erbguts durch DNA-Methylierung oberhalb der genetischen Ebene markiert werden (altgr. ἐπί epi ‘auf’, ‘zusätzlich’, ‘außerdem’). In diesem Sinne sind die DNA-Methylierungen in allen Lebewesen, in denen sie auftreten, epigenetische Markierungen.

Literatur

• A. Jowaed, I. Schmitt, O. Kaut, U. Wüllner: Methylation regulates alpha-synuclein expression and is decreased in Parkinson's disease patients' brains. In: J. Neurosci. Band 30, Nr. 18, Mai 2010, S. 6355–6359, doi:10.1523/JNEUROSCI.6119-09.2010, PMID 20445061.